Изучение роли гепарина в регуляции морфофункциональных свойств МСК in vitro

Введение. Искусственные материалы, применяемые в регенеративной медицине, при имплантации индуцируют развитие сбалансированной воспалительной реакции, что является ключевым этапом для эффективной регенерации поврежденной костной ткани. Контакт имплантата с тканями и биологическими жидкостями сопровождается осаждением белков крови на его поверхности, что способствует активации системы комплемента и инициирует коагуляционный гемостаз, приводящий к образованию фибринового сгустка. На поверхности имплантата фибрин обеспечивает адгезию стволовых клеток, их созревание в фибробласты, продуцирующие коллаген и его производные. Образующийся внеклеточный матрикс лежит в основе формирования тканевой структуры (костной мозоли). Для предотвращения развития постоперационных патологических состояний, вызванных гиперкоагуляционным синдромом, используют терапевтические стратегии с применением антикоагулянтов, таких как гепарин. Однако их использование ограничивает образование сгустка фибрина in vivo, что может замедлять миграцию мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток (ММСК) и последующее формирование костной мозоли.

Цель. Изучение влияния гепарина в фармакологических концентрациях на «стволовость» и способность ММСК жировой ткани человека к остеогенной дифференцировке в условиях культивирования in vitro.

Материалы и методы. Для оценки морфофункционального состояния клеток, культивируемых в присутствии гепарина, было сформировано 2 экспериментальные группы: 1) ММСК в присутствии гепарина в терапевтической концентрации (1,3 МЕ/мл); 2) ММСК в присутствии гепарина в токсической концентрации (13 МЕ/мл).

Результаты и обсуждение. По результатам проточной цитометрии было выявлено, что добавление гепарина в обеих используемых в исследовании концентрациях в культуру ММСК приводит к увеличению числа клеток, экспрессирующих поверхностные маркеры CD73 и CD90, что свидетельствует о сохранении их стволового состояния. С другой стороны, выявлено стимулирующее действие гепарина также в обеих используемых концентрациях на транскрипцию в ММСК мРНК генов остеодифференцировки (BMP2, BMP6, ALPL, RUNX2, BGLAP и SMURF1), что может указывать на остеогенный потенциал гепарина для исследуемой культуры клеток.

Заключение. Результаты исследования полезны для регенеративной медицины, связанной с использованием ММСК в клинической практике; могут служить предпосылкой для разработки новых терапевтических стратегий для пациентов ортопедотравматологического профиля с высоким риском развития послеоперационных тромбозов после проведения эндопротезирования и остеосинтеза.

1. Labarrere C. A., Dabiri A. E., Kassab G. S. Thrombogenic and Inflammatory Reactions to Biomaterials in Medical Devices. Frontiers in Bioengineering and biotechnology. 2020;8:23. DOI: 10.3389/fbioe.2020.00123.

2. Gorbet M. B., Sefton M. V. Biomaterial-associated thrombosis: roles of coagulation factors, complement, platelets and leukocytes. Biomaterials. 2004;25(26):5681–5703. DOI: 10.1016/j.biomaterials.2004.01.023.

3. Chen Q. Potential role for heparan sulfate proteoglycans in regulation of transforming growth factor-beta (TGF-beta) by modulating assembly of latent TGF-beta-binding protein-1. Journal of Biological Chemistry. 2007;282(36):26418–26430. DOI: 10.1074/jbc.M703341200.

4. Ling L. Synergism between Wnt3a and Heparin Enhances Osteogenesis via a Phosphoinositide 3-Kinase/Akt/RUNX2 Pathway. Journal of Biological Chemistry. 2010;285(34):26233–26244. DOI: 10.1074/jbc.M110.122069.

5. Christodoulou I., Goulielmaki M., Devetzi M., Panagiotidis M., Koliakos G., Zoumpourlis V. Mesenchymal stem cells in preclinical cancer cytotherapy: a systematic review. Stem Cell Research & Therapy. 2018;9(336). DOI: 10.1186/s13287-018-1078-8.

6. Ali H., Al-Yatama M. K., Abu-Farha M., Behbehani K., Al Madhoun A. Multi-Lineage Differentiation of Human Umbilical Cord Wharton’s Jelly Mesenchymal Stromal Cells Mediates Changes in the Expression Profile of Stemness Markers. PLoS One. 2015;10(4). DOI: 10.1371/journal.pone.0122465.

7. Moraes. D. A. A reduction in CD90 (THY-1) expression results in increased differentiation of mesenchymal stromal cells. Stem Cell Research & Therapy. 2016; 7. DOI: 10.1186/s13287-016-0359-3.

8. Sun Q., Nakata H., Yamamoto M., Kasugai S., Kuroda S. Comparison of gingiva‐derived and bone marrow mesenchymal stem cells for osteogenesis. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 2019;23(11):7592–7601. DOI: 10.1111/jcmm.14632.

9. Picke A. K. Thy-1 (CD90) promotes bone formation and protects against obesity. Science Translational Medicine. 2018;10(453). DOI: 10.1126/scitranslmed.aao6806.

10. Netsch P. Human mesenchymal stromal cells inhibit platelet activation and aggregation involving CD73-converted adenosine. Stem Cell Research & Therapy. 2018;9(1):184. DOI: 10.1186/s13287-018-0936-8.

11. Jang W. G. BMP2 protein regulates osteocalcin expression via Runx2-mediated Atf6 gene transcription. Journal of Biological Chemistry. 2012;287(2):905–915. DOI: 10.1074/jbc.M111.253187.

12. Ye F. The role of BMP6 in the proliferation and differentiation of chicken cartilage cells. PLoS One. 2019;14(7). DOI: 10.1371/journal.pone.0204384.

13. Cai C., Wang J., Huo N., Wen L., Xue P., Huang Y. Msx2 plays an important role in BMP6-induced osteogenic differentiation of two mesenchymal cell lines: C3H10T1/2 and C2C12. Regenerative Therapy. 2020;14:45–251. DOI: 10.1016/j.reth.2020.03.015.

14. Li J. Z. Osteogenic potential of five different recombinant human bone morphogenetic protein adenoviral vectors in the rat. Gene therapy. 2003;10(20): 1735–1743. DOI: 10.1038/sj.gt.3302075.

15. Ofiteru A. M. Qualifying Osteogenic Potency Assay Metrics for Human Multipotent Stromal Cells: TGF-β2 a Telling Eligible Biomarker. Cells. 2020;9(12):2559. DOI: 10.3390/cells9122559.

16. Kannan S., Ghosh J., Dhara S. K. Osteogenic differentiation potential of porcine bone marrow mesenchymal stem cell subpopulations selected in different basal media. Biology Open. 2020;9(10). DOI: 10.1242/bio.053280.

17. Zhu B., Xue F., Zhang C., Li G. LMCD1 promotes osteogenic differentiation of human bone marrow stem cells by regulating BMP signaling. Cell Death & Disease. 2019;10(9):647. DOI: 10.1038/s41419-019-1876-7.