Применение метода электростимуляционного утомления для выявления миотропных эффектов препаратов метаболического действия у мышей db/db

Введение. Сахарный диабет II типа (СД-II) представляет собой хроническое заболевание, характеризующееся инсулинорезистентностью, нарушенной толерантностью к глюкозе и гипергликемией. СД-II является доказанным фактором риска развития как периферических нейропатий, так и нарушений мышечной сократимости и функции. Производное бигуанида метформин, экспериментальное соединение малобен и препараты различных видов женьшеня (Panax spp.) обладают значительным потенциалом для лечения СД-II и его скелетно-мышечных осложнений. В качестве теста для оценки мышечной сократимости и эффективности ее восстановления Gregory et al. был предложен протокол электростимуляционного утомления (ЭСУ), включающий измерение силы хвата перекладины после утомления двуглавой мышцы плеча высокочастотной электростимуляцией с помощью имплантированных электродов.

Цель. В настоящей работе нами была проведена оценка применимости модификации данного протокола для оценки миотропных эффектов метформина, малобена и экстрактов суспензионных культур клеток женьшеня обыкновенного Panax ginseng C.A. Mey. (ЖОЭ), ж. вьетнамского P. vietnamensis Ha & Grushv. (ЖВЭ) и ж. японского P. japonicus (T. Nees) C.A. Mey. (ЖЯЭ) у лептинрезистентных мышей db/db, являющихся одной из наиболее популярных современных моделей СД-II.

Материалы и методы. Эксперименты были выполнены на 60 молодых взрослых (2 мес.) мышах-самцах линии C57Bl/Ks-db⁺/⁺m (db/db) массой 45–50 г, рандомизированных на 6 групп: 1) контроль (n = 10; 0,9 % физиологический раствор); 2) ЖОЭ (n = 10; 50 мг/кг); 3) ЖВЭ (n = 10; 50 мг/кг); 4) ЖЯЭ (n = 10; 50 мг/кг); 5) малобен (n = 10; 60 мг/кг); 6) метформин (n = 10; 300 мг/кг). Все препараты вводили внутрижелудочно с помощью зонда 1 р/д в течение 2 мес. По окончании периода лечения измеряли силу хвата (г) передними и всеми четырьмя конечностями с помощью аппарата Grip Strength Meter (TSE Systems, Германия). Методом стимуляционной электронейромиографии анализировали амплитуду М-ответов икроножной мышцы на стимуляцию седалищного нерва одиночными стимулами, а также регистрировали изменение амплитуды М-ответов в течение 5 мин после проведения ЭСУ.

Результаты и обсуждение. По окончании периода лечения не наблюдали значимых межгрупповых различий в силе хвата и амплитуде М-ответов икроножной мышцы при ее стимуляции одиночными стимулами. Контролируемое ЭСУ мышцы приводило к снижению амплитуды ее М-ответа на 18,83–35,23 % от исходного уровня (p < 0,01 для всех групп), причем выраженность этого снижения была значимо меньше в группах ЖВЭ, ЖЯЭ и малобена по сравнению с контролем (p < 0,05). Восстановительный период (5 мин) после ЭСУ характеризовался увеличением амплитуды М-ответа на 10,18–14,79 %, имевшим статистическую значимость во всех группах, кроме ЖОЭ (p < 0,01 в группах контроля, ЖВЭ и ЖЯЭ; p < 0,05 в группах малобена и метформина). Значимые отличия от контроля по результатам восстановительного периода в опытных группах не наблюдались.

Заключение. Предлагаемый протокол ЭСУ представляет собой функциональную пробу, позволяющую оценить эффективность восстановления электрической активности скелетной мышцы после ее контролируемого утомления. Применение описываемого протокола позволило выявить положительное влияние ЖВЭ, ЖЯЭ и малобена, но не ЖОЭ и метформина на краткосрочное восстановление сократимости икроножной мышцы после тетанизации у диабетических мышей db/db. Проба с ЭСУ чувствительна к миотропным эффектам препаратов метаболического действия, сравнительно малоинвазивна и подходит для использования в хроническом эксперименте.

1. Сахарный диабет 2 типа у взрослых. Клинические рекомендации. М.: Общественная организация «Российская ассоциация эндокринологов»; 2022. 251 с.

2. Ye J., Wu Y., Yang S., Zhu D., Chen F., Chen J., Ji X., Hou K. The global, regional and national burden of type 2 diabetes mellitus in the past, present and future: a systematic analysis of the Global Burden of Disease Study 2019. Frontiers in Endocrinology. 2023;14:1192629. DOI: 10.3389/fendo.2023.1192629.

3. Khan M. A. B., Hashim M. J., King J. K., Govender R. D., Mustafa H., Al Kaabi J. Epidemiology of Type 2 Diabetes – Global Burden of Disease and Forecasted Trends. Journal of Epidemiology and Global Health. 2020;10(1):107–111. DOI: 10.2991/jegh.k.191028.001.

4. Chen H., Huang X., Dong M., Wen S., Zhou L., Yuan X. The Association Between Sarcopenia and Diabetes: From Pathophysiology Mechanism to Therapeutic Strategy. Diabetes, Metabolic Syndrome and Obesity. 2023;16:1541–1554. DOI: 10.2147/DMSO.S410834.

5. Suriano F., Vieira-Silva S., Falony G., Roumain M., Paquot A., Pelicaen R., Regnier M., Delzenne N. M., Raes J., Muccioli G. G., Hul M. V., Cain P. D. Novel insights into the genetically obese (ob/ob) and diabetic (db/db) mice: two sides of the same coin. Microbiome. 2021;9(1):147. DOI: 10.1186/s40168-021-01097-8.

6. Sima A. A., Robertson D. M. Peripheral neuropathy in mutant diabetic mouse [C57BL/Ks (db/db)]. Acta Neuropathologica. 1978;41(2):85–89. DOI: 10.1007/BF00689757.

7. Sima A. A., Robertson D. M. Peripheral neuropathy in the diabetic mutant mouse. An ultrastructural study. Laboratory Investigation. 1979;40(6):627–632.

8. Lin-Shiau S.-Y., Liu S.-H., Lin M.-J. Use of ion channel blockers in the exploration of possible mechanisms involved in the myopathy of diabetic mice. Naunyn-Schmiedeberg's Archives of Pharmacology. 1993;348(3):311–318. DOI: 10.1007/BF00169161.

9. Zenker J., Poirot O., de Preux Charles A. S., Arnaud E., Médard J.-J., Lacroix C., Kuntzer T., Chrast R. Altered distribution of juxtaparanodal K_v 1.2 subunits mediates peripheral nerve hyperexcitability in type 2 diabetes mellitus. The Journal of Neuroscience. 2012;32(22):7493–7498. DOI: 10.1523/JNEUROSCI.0719-12.2012.

10. Eshima H., Tamura Y., Kakehi S., Nakamura K., Kurebayashi N., Murayama T., Kakigi R., Sakurai T., Kawamori R., Watada H. Dysfunction of muscle contraction with impaired intracellular Ca²⁺ handling in skeletal muscle and the effect of exercise training in male db/db mice. Journal of Applied Physiology. 2019;126(1):170-182. DOI: 10.1152/japplphysiol.00048.2018.

11. Bayley J. S., Pedersen T. H., Nielsen O. B. Skeletal muscle dysfunction in the db/db mouse model of type 2 diabetes. Muscle & Nerve. 2016;54(3):460–468. DOI: 10.1002/mus.25064.

12. Nguyen M.-H., Cheng M., Koh T. J. Impaired muscle regeneration in ob/ob and db/db mice. The Scientific World JOURNAL. 2011;11:1525–1535. DOI: 10.1100/tsw.2011.137.

13. Wang X., Hu Z., Hu J., Du J., Mitch W. E. Insulin resistance accelerates muscle protein degradation: Activation of the ubiquitin-proteasome pathway by defects in muscle cell signaling. Endocrinology. 2006;147(9):4160–4168. DOI: 10.1210/en.2006-0251.

14. Kim K. W., Baek M.-O., Choi J.-Y., Son K. H., Yoon M.-S. Analysis of the Molecular Signaling Signatures of Muscle Protein Wasting Between the Intercostal Muscles and the Gastrocnemius Muscles in db/db Mice. International Journal of Molecular Sciences. 2019;20(23):6062. DOI: 10.3390/ijms20236062.

15. Wang M., Pu D., Zhao Y., Chen J., Zhu S., Lu A., Liao Z., Sun Y., Xiao Q. Sulforaphane protects against skeletal muscle dysfunction in spontaneous type 2 diabetic db/db mice. Life Sciences. 2020;255:117823. DOI: 10.1016/j.lfs.2020.117823.

16. Yu J., Loh K., Yang H.-Q., Du M.-R., Wu Y.-X., Liao Z.-Y., Guo A., Yang Y.-F., Chen B., Zhao Y.-X., Chen J.-L., Zhou J., Sun Y., Xiao Q. The Whole-transcriptome Landscape of Diabetes-related Sarcopenia Reveals the Specific Function of Novel lncRNA Gm20743. Communications Biology. 2022;5(1):774. DOI: 10.1038/s42003-022-03728-8.

17. Pollari E., Prior R., Robberecht W., Van Damme P., Van Den Bosch L. In Vivo Electrophysiological Measurement of Compound Muscle Action Potential from the Forelimbs in Mouse Models of Motor Neuron Degeneration. Journal of Visualized Experiments. 2018;(136):57741. DOI: 10.3791/57741.

18. Rutkove S. B., Chen Z.-Z., Pandeya S., Callegari S., Mourey T., Nagy J. A., Nath A. K. Surface Electrical Impedance Myography Detects Skeletal Muscle Atrophy in Aged Wildtype Zebrafish and Aged gpr27 Knockout Zebrafish. Biomedicines. 2023;11(7):1938. DOI: 10.3390/biomedicines11071938.

19. Chugh D., Iyer C. C., Wang X., Bobbili P., Rich M. M., Arnold W. D. Neuromuscular junction transmission failure is a late phenotype in aging mice. Neurobiology of Aging. 2020;86:182–190. DOI: 10.1016/j.neurobiolaging.2019.10.022.

20. Padilla C. J., Harrigan M. E., Harris H., Schwab J. M., Rutkove S. B., Rich M. M., Clark B. C., Arnold W. D. Profiling age-related muscle weakness and wasting: neuromuscular junction transmission as a driver of age-related physical decline. GeroScience. 2021;43(3):1265–1281. DOI: 10.1007/s11357-021-00369-3.

21. Приходько В. А., Матузок Т. М., Оковитый С. В. Нарушения нейромышечной передачи у лептинрезистентных мышей. Биомедицина. 2023;19(3):77–81. DOI: 10.33647/2074-5982-19-3-77-81.

22. Gregory N. S., Gibson-Corley K., Frey-Law L., Sluka K. A. Fatigue-enhanced hyperalgesia in response to muscle insult: induction and development occur in a sex-dependent manner. Pain. 2013;154(12):2668–2676. DOI: 10.1016/j.pain.2013.07.047.

23. Gregory N. S., Brito R. G., Oliveira Fusaro M. C. G., Sluka K. A. ASIC3 Is Required for Development of Fatigue-Induced Hyperalgesia. Molecular Neurobiology. 2016;53(2):1020–1030. DOI: 10.1007/s12035-014-9055-4.

24. Lesnak J. B., Inoue S., Lima L., Rasmussen L., Sluka K. A. Testosterone protects against the development of widespread muscle pain in mice. Pain. 2020;161(12):2898–2908. DOI: 10.1097/j.pain.0000000000001985.

25. Воронков А. В., Поздняков Д. И., Руковицина В. М., Оганесян Э. Т. Влияние новых производных хромон-3-альдегида на развитие мышечной дисфункции в условиях эксперимента. Крымский терапевтический журнал. 2018;4:67–71.

26. Maurissen J. P. J., Marable B. R., Andrus A. K., Stebbins K. E. Factors affecting grip strength testing. Neurotoxicology and Teratology. 2003;25(5):543–553. DOI: 10.1016/s0892-0362(03)00073-4.

27. Baker C., Retzik-Stahr C., Singh V., Plomondon R., Anderson V., Rasouli N. Should metformin remain the first-line therapy for treatment of type 2 diabetes? Therapeutic Advances in Endocrinology and Metabolism. 2021;12:2042018820980225. DOI: 10.1177/2042018820980225.

28. Lyu Q., Wen Y., He B., Zhang X., Chen J., Sun Y., Zhao Y., Xu L., Xiao Q., Deng H. The ameliorating effects of metformin on disarrangement ongoing in gastrocnemius muscle of sarcopenic and obese sarcopenic mice. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Molecular Basis of Disease. 2022;1868(11):166508. DOI: 10.1016/j.bbadis.2022.166508.

29. Petrocelli J. J., McKenzie A. I., de Hart N. M. M. P., Reidy P. T., Mahmassani Z. S., Keeble A. R., Kaput K. L., Wahl M. P., Rondina M. T., Marcus R. L., Welt C. K., Holland W. L., Funai K., Fry C. S., Drummond M. J. Disuse-induced muscle fibrosis, cellular senescence, and senescence-associated secretory phenotype in older adults are alleviated during re-ambulation with metformin pre-treatment. Aging Cell. 2023;22(11):e13936. DOI: 10.1111/acel.13936.

30. Бажанова Е. Д., Оковитый С. В., Белых М. А. Влияние 4,4'-(пропандиамидо)дибензоата натрия и метформина на динамику апоптоза и пролиферации гепатоцитов у мышей с сахарным диабетом и ожирением. Экспериментальная и клиническая фармакология. 2018;81(5):17–20. DOI: 10.30906/0869-2092-2018-81-5-17-20.

31. Белых М. А. Влияние 4,4'-(пропандиамидо)дибензоата натрия на проявления экспериментального неалкогольного стеатогепатита. Биомедицина. 2021;17(3):95–99. DOI: 10.33647/2074-5982-17-3-95-99.

32. Li Z., Ji G. E. Ginseng and obesity. Journal of Ginseng Research. 2018;42(1):1–8. DOI: 10.1016/j.jgr.2016.12.005.

33. Povydysh M. N., Titova M. V., Ivanov I. M., Klushin A. G., Kochkin D. V., Galishev B. A., Popova E. V., Ivkin D. Y., Luzhanin V. G., Krasnova M. V., Demakova N. V., Nosov A. M. Effect of phytopreparations based on bioreactor-grown cell biomass of Dioscorea deltoidea, Tribulus terrestris and Panax japonicus on carbohydrate and lipid metabolism in type 2 diabetes mellitus. Nutrients. 2021;13(11):3811. DOI: 10.3390/nu13113811.

34. Povydysh M. N., Titova M. V., Ivkin D. Y., Krasnova M. V., Vasilevskaya E. R., Fedulova L. V., Ivanov I. M., Klushin A. G., Popova E. V., Nosov A. M. The hypoglycemic and hypocholesterolemic activity of Dioscorea deltoidea, Tribulus terrestris and Panax japonicus cell culture biomass in rats with high-fat diet-induced obesity. Nutrients. 2023;15(3):656. DOI: 10.3390/nu15030656.

35. Titova M. V., Popova E. V., Ivanov I. M., Fomenkov A A., Nebera E. A., Vasilevskaya E. R., Tolmacheva G. S., Kotenkova E. A., Klychnikov O. I., Metalnikov P. S., Tyurina T. M., Paek K.-Y. Toxicological evaluation of ginsenoside-rich cell culture biomass of Panax japonicus produced in a large-scale bioreactor system. Industrial Crops and Products. 2024;208:117761. DOI: 10.1016/j.indcrop.2023.117761.

36. Spruss A., Kanuri G., Stahl C., Bischoff S. C., Bergheim I. Metformin protects against the development of fructose-induced steatosis in mice: role of the intestinal barrier function. Lab Invest. 2012;92(7):1020–1032. DOI: 10.1038/labinvest.2012.75.

37. Белых М. А., Оковитый С. В. Оценка эффективности нового производного малоновой кислоты в качестве антистеатозного средства при высокожировой диете у мышей. Экспериментальная и клиническая фармакология. 2018;81(S):28–29.

38. Attele A. S., Zhou Y.-P., Xie J.-T., Wu J. A., Zhang L., Dey L., Pugh W., Rue P. A., Polonsky K. S., Yuan C.-S. Antidiabetic effects of Panax ginseng berry extract and the identification of an effective component. Diabetes. 2002;51(6):1851–1858. DOI: 10.2337/diabetes.51.6.1851.

39. Приходько В. А., Алексеева Ю. С., Захлевная Д. А., Болотова В. Ц. Влияние экстракта живучки туркестанской на восстановление сократимости мышц после электростимуляционного утомления у мышей. В сб.: Пути и формы совершенствования фармацевтического образования. Актуальные вопросы разработки и исследования новых лекарственных средств: Сборник трудов IХ Международной научно-методической конференции «Фармобразование-2023». 28–29 сентября 2023. Воронеж. Воронеж: Воронежский государственный университет; 2023. С. 619–623. DOI: 10.17308/978-5-9273-3827-6-2023-619-623.

40. Inamura N., Fujisige A., Miyake S., Ono A., Tsuchiya T. The effects of temperature on the mechanical performance in fatigued single muscle fibers of the frog induced by twitch and tetanus. The Japanese Journal of Physiology. 2000;50(1):49–57. DOI: 10.2170/jjphysiol.50.49.

41. Fitch S., McComas A. Influence of human muscle length on fatigue. The Journal of Physiology. 1985;362(1):205–213. DOI: 10.1113/jphysiol.1985.sp015671.

42. Bruton J., Pinniger G. J., Lännergren J., Westerblad H. The effects of the myosin-II inhibitor N-benzyl-p-toluene sulphonamide on fatigue in mouse single intact toe muscle fibres. Acta Physiologica. 2006;186(1):59–66. DOI: 10.1111/j.1748-1716.2005.01499.x.

43. Allen D. G., Lamb G. D., Westerblad H. Skeletal muscle fatigue: cellular mechanisms. Physiological Reviews. 2008;88(1):287–332. DOI: 10.1152/physrev.00015.2007.

44. Wan J.-J., Qin Z., Wang P.-Y., Sun Y., Liu X. Muscle fatigue: general understanding and treatment. Experimental & Molecular Medicine. 2017;49(10):e384. DOI: 10.1038/emm.2017.194.

45. Germinario E., Esposito A., Midrio M., Peron S., Palade P. T., Betto R., Danieli-Betto D. High-frequency fatigue of skeletal muscle: role of extracellular Ca²⁺. European Journal of Applied Physiology. 2008;104(3):445–453. DOI: 10.1007/s00421-008-0796-5.

46. Khairullin A. E., Teplov A. Y., Grishin S. N., Farkhutdinov A. M., Ziganshin A. U. The thermal sensitivity of purinergic modulation of contractile activity of locomotor and respiratory muscles in mice. Biophysics. 2019;64(5):812–817. DOI: 10.1134/S0006350919050075.

47. Vesga-Castro C., Aldazabal J., Vallejo-Illarramendi A., Paredes J. Contractile force assessment methods for in vitro skeletal muscle tissues. eLife. 2022;11:e77204. DOI: 10.7554/eLife.77204.

48. Wineinger M. A., Walsh S. A., Abresch T. Muscle fatigue in animal models of neuromuscular disease. American Journal of Physical Medicine & Rehabilitation. 2002;81(11):S81–S98. DOI: 10.1097/00002060-200211001-00010.

49. Yamada T., Ashida Y., Tamai K., Kimura I., Yamauchi N., Naito A., Tokuda N., Westerblad H., Andersson D. C., Himori K. Improved skeletal muscle fatigue resistance in experimental autoimmune myositis mice following high-intensity interval training. Arthritis Research & Therapy. 2022;24(1):156. DOI: 10.1186/s13075-022-02846-2.

50. Lindqvist J., Pénisson-Besnier I., Iwamoto H., Li M., Yagi N., Ochala J. A myopathy-related actin mutation increases contractile function. Acta Neuropathologica. 2012;123(5):739–746. DOI: 10.1007/s00401-012-0962-z.

51. Gineste C., De Winter J. M., Kohl C., Witt C. C., Giannesini B., Brohm K., Le Fur Y., Gretz N., Vilmen C., Pecchi E., Jubeau M., Cozzone P. J., Stienen G. J. M., Granzier H., Labeit S., Ottenheijm C. A. C., Bendahan D., Gondin J. In vivo and in vitro investigations of heterozygous nebulin knock-out mice disclose a mild skeletal muscle phenotype. Neuromuscular Disorders. 2013;23(4):357–369. DOI: 10.1016/j.nmd.2012.12.011.

52. Gineste C., Ottenheijm C., Le Fur Y., Banzet S., Pecchi E., Vilmen C., Cozzone P. J. , Koulmann N., Hardeman E. C., Bendahan D., Gondin J. Alterations at the cross-bridge level are associated with a paradoxical gain of muscle function in vivo in a mouse model of nemaline myopathy. PLoS ONE. 2014;9(9):e109066. DOI: 10.1371/journal.pone.0109066.

53. Williams J. H., Ward C. W., Klug G. A. Fatigue-induced alterations in Ca2+ and caffeine sensitivities of skinned muscle fibers. Journal of Applied Physiology. 1993;75(2):586–593. DOI: 10.1152/jappl.1993.75.2.586.

54. Moldovan M., Krarup C. Evaluation of Na⁺/K⁺ pump function following repetitive activity in mouse peripheral nerve. Journal of Neuroscience Methods. 2006;155(2):161–171. DOI: 10.1016/j.jneumeth.2005.12.015.

55. Hwang J. H., Kang S. Y., Jung H. W. Effects of American wild ginseng and Korean cultivated wild ginseng pharmacopuncture extracts on the regulation of C2C12 myoblasts differentiation through AMPK and PI3K/Akt/mTOR signaling pathway. Molecular Medicine Reports. 2022;25(6):192. DOI: 10.3892/mmr.2022.12708.

56. Kim A., Park S.-M., Kim N. S., Lee H. Ginsenoside Rc, an Active Component of Panax ginseng, Alleviates Oxidative Stress-Induced Muscle Atrophy via Improvement of Mitochondrial Biogenesis. Antioxidants. 2023;12(8):1576. DOI: 10.3390/antiox12081576.

57. Estaki M., Noble E. G. North American ginseng protects against muscle damage and reduces neutrophil infiltration after an acute bout of downhill running in rats. Applied Physiology, Nutrition, and Metabolism. 2014;40(2):116–121. DOI: 10.1139/apnm-2014-0331.

58. Cristina-Souza G., Santos-Mariano A. C., Lima-Silva A. E., Costa P. L., Domingos P. R., Silva S. F., Abreu W. C., De-Oliveira F. R., Osiecki R. Panax ginseng Supplementation Increases Muscle Recruitment, Attenuates Perceived Effort, and Accelerates Muscle Force Recovery After an Eccentric-Based Exercise in Athletes. Journal of Strength and Conditioning Research. 2022;36(4):991–997. DOI: 10.1519/JSC.0000000000003555.

59. Zhang H., Zhao C., Hou J., Su P., Yang Y., Xia B., Zhao X., He R., Wang L., Cao C., Liu T., Tian J. Red ginseng extract improves skeletal muscle energy metabolism and mitochondrial function in chronic fatigue mice. Frontiers in Pharmacology. 2022;13:1077249. DOI: 10.3389/fphar.2022.1077249.

60. Ahmad S. S., Chun H. J., Ahmad K., Choi I. Therapeutic applications of ginseng for skeletal muscle-related disorder management. Journal of Ginseng Research. 2024;48(1):12–19. DOI: 10.1016/j.jgr.2023.06.003.

61. Van Le T. H., Lee G. J., Long Vu H. K., Know S. W., Nguyen N. K., Park J. H., Nguyen M. D. Ginseng Saponins in Different Parts of Panax vietnamensis. Chemical and Pharmaceutical Bulletin. 2015;63(11):950–954. DOI: 10.1248/cpb.c15-00369.

62. Jeong J.-J., Van Le T. H., Lee S.-Y., Eun S.-H., Nguyen M. D., Park J. H., Kim D.-H. Anti-inflammatory effects of vina-ginsenoside R2 and majonoside R2 isolated from Panax vietnamensis and their metabolites in lipopolysaccharide-stimulated macrophages. International Immunopharmacology. 2015;28(1):700–706. DOI: 10.1016/j.intimp.2015.07.025.

63. Tran Q. L., Adnyana I. K., Tezuka Y., Harimaya Y., Saiki I., Kurashige Y., Tran Q. K., Kadota S. Hepatoprotective effect of majonoside R2, the major saponin from Vietnamese ginseng (Panax vietnamensis). Planta Medica. 2002;68(5):402–406. DOI: 10.1055/s-2002-32069.

64. Thu V. T., Yen N. T. H., Tung N. H., Bich P. T., Han J., Kim H. K. Majonoside-R2 extracted from Vietnamese ginseng protects H9C2 cells against hypoxia/reoxygenation injury via modulating mitochondrial function and biogenesis. Bioorganic & Medicinal Chemistry Letters. 2021;36:127814. DOI: 10.1016/j.bmcl.2021.127814.

65. Chan H.-H., Hwang T.-L., Bhaskar Reddy M. V., Li D.-T., Qian K., Bastow K. F., Lee K.-H., Wu T.-S. Bioactive constituents from the roots of Panax japonicus var. major and development of a LC-MS/MS method for distinguishing between natural and artifactual compounds. Journal of Natural Products. 2011;74(4):796–802. DOI: 10.1021/np100851s.

66. Yousuf Y., Datu A., Barnes B., Amini-Nik S., Jeschke M. G. Metformin alleviates muscle wasting post-thermal injury by increasing Pax7-positive muscle progenitor cells. Stem Cell Research & Therapy. 2020;11(1):18. DOI: 10.1186/s13287-019-1480-x.

67. Kang M. J., Moon J. W., Lee J. O., Kim J. H., Jung E. J., Kim S. J., Oh J. Y., Wu S. W., Lee P. R., Park S. H., Kim H. S. Metformin induces muscle atrophy by transcriptional regulation of myostatin via HDAC6 and FoxO3a. Journal of Cachexia, Sarcopenia and Muscle. 2021;13(1):605–620. DOI: 10.1002/jcsm.12833.

68. Walton R. G., Dungan C. M., Long D. E., Tuggle S. C., Kosmac K., Peck B. D., Bush H. M., Villasante Tezanos A. G., McGwin G., Windham S. T., Ovalle F., Bamman M. M., Kern P. A., Peterson C. A. Metformin blunts muscle hypertrophy in response to progressive resistance exercise training in older adults: A randomized, double-blind, placebo-controlled, multicenter trial: The MASTERS trial. Aging Cell. 2019;18(6):e13039. DOI: 10.1111/acel.13039.

69. Соколова А. В., Климова А. В., Драгунов Д. О., Артюнов Г. П. Оценка влияния терапии метформином на величину мышечной массы и мышечной силы у больных с и без сахарного диабета. Метаанализ 15 исследований. Российский кардиологический журнал. 2021;26(3):4331. DOI: 10.15829/1560-4071-2021-4331.

70. Deacon R. M. J. Measuring the strength of mice. Journal of Visualized Experiments. 2013;(76):2610. DOI: 10.3791/2610.

71. Sharma A. N., Elased K. M., Garrett T. L., Lucot J. B. Neurobehavioral deficits in db/db diabetic mice. Physiology & Behavior. 2010;101(3):381–388. DOI: 10.1016/j.physbeh.2010.07.002.

72. Prikhodko V. A., Matuzok T. M., Okovityi S. V. Cognitive and behavioural dysfunction in leptin-resistant mice. In: Proceedings of the 29th International Annual ISBS “Stress and Behavior” Neuroscience and Biological Psychiatry Conference. 18-19 May 2023. Saint Petersburg. 2023. P. 18.

73. De Gregorio C., Contador D., Campero M., Ezquer M., Ezquer F. Characterization of diabetic neuropathy progression in a mouse model of type 2 diabetes mellitus. Biology Open. 2018;7(9):bio036830. DOI: 10.1242/bio.036830.

74. Roberts T. J., Gabaldón A. M. Interpreting muscle function from EMG: lessons learned from direct measurements of muscle force. Integrative and Comparative Biology. 2008;48(2):312–320. DOI: 10.1093/icb/icn056.

75. Ingalls C. P., Warren G. L., Lowe D. A., Boorstein D. B., Armstrong R. B. Differential effects of anesthetics on in vivo skeletal muscle contractile function in the mouse. Journal of Applied Physiology. 1996;80(1):332–340. DOI: 10.1152/jappl.1996.80.1.332.

76. Coelho Nepomuceno A., Landucci Politani E., Landucci Politani da Silva E., Salomone R., Losso Longo M. V., Grassi Salles A., Marques de Faria J. C., Gemperli R. Tibial and fibular nerves evaluation using intraoperative electromyography in rats. Acta Cirurgica Brasileira. 2016;31(8):542–548. DOI: 10.1590/S0102-865020160080000007.

77. Hershenson M., Brouillette R. T., Olsen E., Hunt C. E. The effect of chloral hydrate on genioglossus and diaphragmatic activity. Pediatric Research. 1984;18(6):516–519. DOI: 10.1203/00006450-198406000-00006.

78. Zealear D., Li Y., Huang S. An Implantable System For Chronic In Vivo Electromyography. Journal of Visualized Experiments. 2020;21;(158):10.3791/60345. DOI: 10.3791/60345.