Роль производных малоновой кислоты в модуляции метаболических путей в почках при хронической сердечной недостаточности

Введение. Хроническая сердечная недостаточность (ХСН) часто приводит к прогрессирующей дисфункции почек, однако стратегии фармакологической защиты, направленные на коррекцию метаболических и окислительных нарушений в почечной ткани, остаются недостаточно разработанными. В связи с этим представляется актуальным изучение влияния новых соединений, таких как производные малоновой кислоты, в том числе 4-[(3-этокси-3-оксопропаноил)амино]бензойная кислота (этмабен), на экспрессию генов, кодирующих ключевые ферменты метаболических и антиоксидантных путей в почках при ХСН. Ранее для этмабена было выявлено более выраженное нефропротективное действие, нежели для другого малоната – малобена.

Цель. Оценить влияние 4-[(3-этокси-3-оксопропаноил)амино]бензойной кислоты на экспрессию генов, регулирующих ферментативные пути в почках крыс с экспериментальной ХСН.

Материалы и методы. Исследование проведено на 30 аутбредных белых самцах крыс (300–350 г), содержавшихся в стандартных условиях (12-часовой световой режим, температура 22 ± 2 °C, влажность 50–60 %, доступ к корму и воде ad libitum). Животные были разделены на три группы. Группа 1 (Контроль–) состояла из здоровых животных (n = 10), которые получали очищенную воду (1 мл/кг/сутки, внутрижелудочно). Группа 2 (ХСН–) включала животных с хронической сердечной недостаточностью (ХСН, n = 10), получавших с 30-го дня после операции очищенную воду (1 мл/кг/сутки, внутрижелудочно). Группа 3 (ХСН+) состояла из животных с ХСН (n = 10), которым с 30-го дня после операции внутрижелудочно вводили этмабен в дозе 60 мг/кг/сутки. Модель ХСН воспроизводили лигированием левой коронарной артерии. Успешность модели подтверждали эхокардиографически (фракция выброса <40 %) на 30-й день после моделирования. Прооперированных животных рандомизировали методом случайного выбора. Этмабен или воду вводили ежедневно в течение 30 дней, начиная с 30-го дня после операции. На 61-й день животных эвтаназировали, ткани почек гомогенизировали в реактиве «Лира» (ООО «Биолабмикс», Россия). РНК экстрагировали с использованием хлороформа, изопропанола и NaOAc, очищали с помощью LiCl. Концентрацию РНК определяли на Nanophotometer N60, качество – гель-электрофорезом. Обратную транскрипцию проводили из 1 мкг РНК (MMLV-RT-Kit, Eurogen). ПЦР в реальном времени выполняли на QuantStudio 5 с SYBR Green (Eurogen), анализируя гены Gpx1, Nrf2, Nox1, Glud1, Hes1, mTOR, Txrnd1, HIF1a, Cpt1b, B2M (референс). Статистическую обработку проводили в R-Studio (версия 4.3.3) с использованием пакета RQdeltaCT. Применяли однофакторный дисперсионный анализ ANOVA, тест Краскера – Уоллиса, апостериорные тесты Тьюки и Данна, а также анализ отношения шансов и логистическую регрессию. Для анализа экспрессии генов использовали метод 2^–ddCt с нормализацией относительно референсного гена B2M.

Результаты и обсуждение. Выявлено, что ХСН приводит к значительной активации транскрипционного фактора Nrf2, однако уровень экспрессии его целевого гена GPx1 оставался неизменным как при ХСН, так и при лечении этмабеном, что указывает на нарушение функционирования данного сигнального пути. Применение 4-[(3-этокси-3-оксопропаноил) амино]бензойной кислоты вызывало статистически значимое увеличение экспрессии гена Cpt1b (p < 0,05), что свидетельствует о смещении клеточного метаболизма в сторону β-окисления жирных кислот. Кроме того, зафиксированы достоверное подавление экспрессии прооксидантного фермента Nox1 и активация гена тиоредоксинредуктазы-1 (Txnrd1) (p < 0,05) в группах, получавших терапию. Сигнальный путь Notch активировался под воздействием этмабена, что проявлялось в повышении экспрессии гена Hes1 (p < 0,05), тогда как значимого влияния на экспрессию гена mTOR обнаружено не было.

Заключение. Этмабен функционирует как метаболический модулятор и редокс-регулятор. Его действие не связано с прямой антиоксидантной активностью, а обусловлено активацией адаптивных механизмов: уменьшением потребности в антиоксидантной защите за счет подавления источников реактивных кислородных форм (Nox1), активацией ключевого регулятора антиоксидантного ответа (Nrf2), а также изменением энергетического метаболизма через индукцию Cpt1b и Glud1.

1. Zoccali C., Mallamaci F., Halimi J.-M., Rossignol P., Sarafidis P., De Caterina R., Giugliano R., Zannad F. From Cardiorenal Syndrome to Chronic Cardiovascular and Kidney Disorder: A Conceptual Transition. Clinical Journal of the American Society of Nephrology. 2024;19(6):813–820. DOI: 10.2215/CJN.0000000000000361.

2. Maisons V., Hamzaoui M., Hanoy M., Pezel T., Guerrot D., Nezam D. Syndrome cardio-rénal : quoi de neuf en 2023? Néphrologie & Thérapeutique. 2023;19(2):121–138. DOI: 10.1684/ndt.2023.15.

3. Mullens W., Abrahams Z., Francis G. S., Sokos G., Taylor D. O., Starling R. C., Young J. B., Tang W. H. W. Importance of venous congestion for worsening of renal function in advanced decompensated heart failure. Journal of the American College of Cardiology. 2009;53(7):589–596. DOI: 10.1016/j.jacc.2008.05.068.

4. Bhargava P., Schnellmann R. G. Mitochondrial energetics in the kidney. Nature Reviews Nephrology. 2017;13(10):629–646. DOI: 10.1038/nrneph.2017.107.

5. Emma F., Montini G., Parikh S. M., Salviati L. Mitochondrial dysfunction in inherited renal disease and acute kidney injury. Nature Reviews Nephrology. 2016;12(5):267–280. DOI: 10.1038/nrneph.2015.214.

6. Zhan M., Brooks C., Liu F., Sun L., Dong Z. Mitochondrial dynamics: regulatory mechanisms and emerging role in renal pathophysiology. Kidney International. 2013;83(4):568–581. DOI: 10.1038/ki.2012.441.

7. Huang H., Li G., He Y., Chen J., Yan J., Zhang Q., Li L., Cai X. Cellular succinate metabolism and signaling in inflammation: implications for therapeutic intervention. Frontiers in Immunology. 2024;15:1404441. DOI: 10.3389/fimmu.2024.1404441.

8. Abe J., Vujic A., Prag H. A., Murphy M. P., Krieg T. Malonate given at reperfusion prevents post-myocardial infarction heart failure by decreasing ischemia/reperfusion injury. Basic Research in Cardiology. 2024;119(4):691–697. DOI: 10.1007/s00395-024-01063-z.

9. Ивкин Д. Ю., Зеленцова А. Б., Краснова М. В., Карпов А. А., Пажельцев В. В., Напалкова С. М., Тернинко И. И., Титович И. А., Оковитый С. В. Сравнительная эффективность фармакотерапии хронической сердечной недостаточности в эксперименте. Разработка и регистрация лекарственных средств. 2025;14(1):349–357. DOI: 10.33380/2305-2066-2025-14-1-1998.

10. Handy D. E., Loscalzo J. The role of glutathione peroxidase-1 in health and disease. Free Radical Biology and Medicine. 2022;188:146–161. DOI: 10.1016/j.freeradbiomed.2022.06.004.

11. Kasai S., Shimizu S., Tatara Y., Mimura J., Itoh K. Regulation of Nrf2 by Mitochondrial Reactive Oxygen Species in Physiology and Pathology. Biomolecules. 2020;10(2):320. DOI: 10.3390/biom10020320.

12. Mills E. L., Pierce K. A., Jedrychowski M. P., Garrity R., Winther S., Vidoni S., Yoneshiro T., Spinelli J. B., Lu G. Z., Kazak L., Banks A. S., Haigis M. C., Kajimura S., Murphy M. P., Gygi S. P., Clish C. B., Chouchani E. T. Accumulation of succinate controls activation of adipose tissue thermogenesis. Nature. 2018;560(7716):102–106. DOI: 10.1038/s41586-018-0353-2.

13. Xiao M., Yang H., Xu W., Ma S., Lin H., Zhu H., Liu L., Liu Y., Yang C., Xu Y., Zhao S., Ye D., Xiong Y., Guan K.-L. Inhibition of α-KG-dependent histone and DNA demethylases by fumarate and succinate that are accumulated in mutations of FH and SDH tumor suppressors. Genes & Development. 2012;26(12):1326–1338. DOI: 10.1101/gad.191056.112.

14. Panov A. V., Mayorov V. I., Dikalov S. I. Role of Fatty Acids β-Oxidation in the Metabolic Interactions Between Organs. International Journal of Molecular Sciences. 2024;25(23):12740. DOI: 10.3390/ijms252312740.

15. Rusanescu G., Weissleder R., Aikawa E. Notch signaling in cardiovascular disease and calcification. Current Cardiology Reviews. 2008;4(3):148–156. DOI: 10.2174/157340308785160552.

16. Liu G. Y., Sabatini D. M. mTOR at the nexus of nutrition, growth, ageing and disease. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 2020;21(4):183–203. DOI: 10.1038/s41580-019-0199-y.

17. Semenza G. L. Hypoxia-inducible factor 1 and cardiovascular disease. Annual Review of Physiology. 2014;76:39–56. DOI: 10.1146/annurev-physiol-021113-170322.

18. Cipriano A., Viviano M., Feoli A., Milite C., Sarno G., Castellano S., Sbardella G. NADPH Oxidases: From Molecular Mechanisms to Current Inhibitors. Journal of Medicinal Chemistry. 2023;66(17):11632–11655. DOI: 10.1021/acs.jmedchem.3c00770.

19. Lu J., Holmgren A. The thioredoxin antioxidant system. Free Radical Biology and Medicine. 2014;66:75–87. DOI: 10.1016/j.freeradbiomed.2013.07.036.

20. Tonelli C., Chio I. I. C., Tuveson D. A. Transcriptional Regulation by Nrf2. Antioxidants & Redox Signaling. 2018;29(17):1727–1745. DOI: 10.1089/ars.2017.7342.

21. Chouchani E. T., Pell V. R., James A. M., Work L. M., Saeb-Parsy K., Frezza C., Krieg T., Murphy M. P. A Unifying Mechanism for Mitochondrial Superoxide Production during Ischemia-Reperfusion Injury. Cell Metabolism. 2016;23(2):254–263. DOI: 10.1016/j.cmet.2015.12.009.